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¡Hola! Para mi es un gusto saludarte por este medio, te escribe la Licenciada Asarel Soto Subdirectora de Edulabc.

Te confieso que “¿Habrá Constancia?” es la pregunta que más recibimos cuando realizamos un evento en línea.


Dejame te explico, para eventos pequeños es fácil gestionar una constancia, pero debido a la gran cantidad de asistentes que tenemos (estamos muy agradecidos por ello) es difícil realizar la gestión de 20.000 constancias por ejemplo, ya que este es el número aproximado de participantes en nuestros eventos en línea.

Pero a la vez sabemos que es importante para muchos comprobar que se están esforzando para mantenerse actualizados y a la vanguardia a través de este tipo de eventos, por eso encontramos una forma de emitir constancias de participación de nuestros eventos y dar la posibilidad de poder consultar las conferencias aun después de que el evento haya concluido.

Por ese motivo lanzamos el “Portal Edulabc” pero ¿tal vez te estés preguntando qué es eso?

Es una programa de suscripción donde por un costo mensual (tipo netflix) tendrás acceso a:

• La grabación de todos los eventos que realizaremos a lo largo del 2021 y 2022.
• Emitir tu Constancia de participación de los eventos.
• Acceso a Mini cursos exclusivos para suscriptores.

Esto solo es el inicio, ya que nuestra meta es poner a tu alcance una gran cantidad de materiales exclusivos para que puedas tener la oportunidad de capacitarte y mantenerte a la vanguardia.


Contestando a la pregunta que siempre nos hacen: ¿Habrá constancia?

Las clases de las  Jornadas de laboratorio de mini cursos estarán disponibles para todos hasta el domingo 30/01 a las 6pm, y los únicos que tendrán acceso a la constancia de participación será exclusivamente a los suscriptores del Portal Edulabc.

¡No te preocupes, el costo de suscripción será muy pero muy accesible!

Te invito a dar click en el enlace de abajo para conocer el Portal Edulabc: https://edulabc.com.mx/mkt/


Atte. Lic. Asarel Soto

La recolección de muestra capilar se refiere a tomar muestras de sangre de un pinchazo en el dedo, talón o lóbulo de la oreja. Presenta varias ventajas sobre la recolección de sangre venosa: es menos invasiva, requiere cantidades pequeñas de volumen de sangre y se realiza de forma rápida y sencilla. Esta técnica es especialmente importante en pacientes pediátricos para evitar la reducción de volumen sanguíneo y reducir el riesgo de anemia, también se recomienda para pacientes con quemaduras graves, con obesidad, ancianos, con trombosis, personas ansiosas, con venas frágiles o inaccesibles.

Recomendaciones para la recolección de muestra capilar

1. Sitio de punción

En pacientes adultos y pacientes pediátricos que ya pueden caminar se recomienda la recolección en los dedos. Mientras que los pacientes pediátricos que aún no caminan y neonatos el sitio que se prefiere es el talón. En situaciones especiales, como pacientes con quemaduras extensas, se deben tomar muestras de sangre capilar de áreas de piel preservadas, independientemente de las recomendaciones.

Recomendaciones:

• La punción debe realizarse en la superficie de la palma hacia arriba del dedo medio o anular.
• La punción debe realizarse en el lado de la yema del dedo donde la profundidad del tejido sea suficiente para evitar lesiones óseas.
• La punción debe realizarse a través de la huella dactilar, no paralela a ella.
• Bajo ninguna circunstancia se debe realizar un muestreo capilar del dedo bajo las siguientes situaciones:

• En el dedo meñique, porque la profundidad del tejido es insuficiente para prevenir lesiones óseas.
• En el dedo pulgar porque son mas sensibles que otros dedos y pueden tener callosidades o cicatrices.
• En sitios hinchados o previamente perforados, porque el líquido tisular acumulado contaminara la muestra de sangre.
• En los dedos de la mano donde se realiza una infusión de líquidos
• En los dedos del lado del cuerpo donde se realizó una mastectomía.
  • La superficie plantar medial o lateral del talón es el sitio de punción preferido para bebés de hasta un año, incluidos los recién nacidos prematuros.
  • La punción de la superficie plantar del talón debe realizarse a una profundidad de no más 2.0 mm para evitar lesiones óseas.
  • Bajo ninguna circunstancia se debe realizar un muestreo capilar:
• En la parte posterior curva del talón de un bebé (línea roja) o el parte central del talón (área amarilla).

• En sitios hinchados o previamente perforados porque el líquido tisular acumulado contaminará la muestra de sangre.

2. Longitud de la lanceta

La longitud recomendada de la lanceta depende de si el paciente es un niño o un adulto y de la profundidad de la incisión. En la siguiente tabla se muestra la longitud de la lanceta recomendado.

Se recomienda el uso de dispositivos de incisión retractiles porque minimizan el riesgo de lesiones al paciente y al personal sanitario. Se sugiere que el dispositivo de punción tenga una hoja un poco mas corta que la profundidad de incisión recomendada, esto se debe a que la presión aplicada sobre el dispositivo durante la punción da como resultado una incisión ligeramente más profunda que la longitud nominal de la hoja.

3. Orden de recolección de tubos de muestra capilar

En las punciones cutáneas, primero se recolecta las muestras del área de hematología (tapón lila) y posteriormente los de química sanguínea (tapón rojo o amarillo). Este orden se recomienda ya que se minimiza los efectos de la aglutinación de las plaquetas. Es importante llenar adecuadamente los dispositivos de recogida, ya que un llenado insuficiente puede traer como consecuencia la dilución e la muestra y cambios en la morfología celular debido al exceso de anticoagulante, en cambio, el llenado excesivo puede provocar la formación de coágulos debido a una cantidad insuficiente de anticoagulante.

4. Limpieza del sitio de punción

El lugar de punción se debe limpiar adecuadamente con algodón o gasa estéril con algún desinfectante como alcohol isopropílico o etílico al 70%, no se recomienda el uso de povidona yodada ya que si contamina la sangre puede alterar los niveles de potasio, fosforo o ácido úrico.

5. Pacientes y análisis de laboratorio para los que no se recomienda la recolección de sangre capilar.

No se recomienda la recolección en pacientes deshidratados, pacientes con mala circulación periférica o pacientes edematosos.

No se recomienda el muestreo capilar para análisis de coagulación o velocidad de sedimentación globular ni para hemocultivos.

Las concentraciones de potasio y calcio en muestras capilares difieren significativamente de los valores en muestras de sangre venosa. Por lo tanto, si la precisión es crítica, se debe preferir la recolección venosa.

Bibliografía consultada

Krleza, J. L., Dorotic, A., Grzunov, A., Maradin, M., & Croatian Society of Medical Biochemistry and Laboratory Medicine (2015). Capillary blood sampling: national recommendations on behalf of the Croatian Society of Medical Biochemistry and Laboratory Medicine. Biochemia medica, 25(3), 335–358. https://doi.org/10.11613/BM.2015.034

WHO Guidelines on Drawing Blood: Best Practices in Phlebotomy. Geneva: World Health Organization; 2010. 7, Capillary sampling. Available from: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK138654/

El infarto agudo al miocardio es una de las principales causas de muerte en países desarrollados. Este padecimiento se caracteriza por un riego sanguíneo insuficiente ocasionando daño tisular en una parte del corazón, esto se debe a una obstrucción de las arterias por ateromas. Debido a su alta peligrosidad es considerada una urgencia medica por lo que su evaluación adecuada es de suma importancia.

Biomarcadores para el diagnostico de infarto agudo de miocardio

Existen distintos marcadores, pero muchos ya son obsoletos y ya no deberían emplearse, a continuación, se abordan brevemente cada uno de ellos.

Aspartato aminotransferasa (AST)

El aspartato aminotransferasa es una enzima intracelular que participa en el metabolismo de aminoácidos. Se expresa en hígado, miocardio, riñón y musculo esquelético. Sus niveles empiezan a subir a las 3-4 horas después del infarto alcanzando un pico máximo a los 2 días y regresando a niveles basales dentro de los 10 a 14 días posteriores al evento. Su expresión ubicua en una amplia variedad de tejidos afecta significativamente su especificidad, lo que limita su uso como biomarcador y actualmente ya no se usa para el diagnóstico de infarto.

Lactato deshidrogenasa

Es una enzima que convierte de forma reversible el lactato es piruvato, su concentración sanguínea aumenta dentro de las 6 a 12 horas posteriores al inicio del infarto, alcanza su punto máximo en los siguientes 1 a 3 días y regresa a sus valores iniciales dentro de los 8 a 14 días. Al igual que la AST se ubica en distintos tejidos como hígado, riñón, pulmón, musculo esquelético y eritrocitos. Actualmente su único uso es distinguir un infarto agudo del subagudo en la etapa tardía del evento isquémico cuando otros marcadores ya han regresado a sus niveles normales.

Mioglobina

La mioglobina es una proteína transportadora de oxígeno, de bajo peso molecular y que se expresa abundantemente en miocardio y musculo esquelético. El miocardio lesionado libera rápidamente mioglobina, empezando su aumento 30 minutos a 2 horas después del inicio de la isquemia alcanzando su pico a las 12 horas después del evento agudo y regresando su valor inicial a las 24 horas. Es un marcador sensible para la detección de infarto siendo una prueba útil para descartar el evento, sin embargo, al expresarse en musculo esquelético su elevación no se limita a infarto, por lo que tiene baja especificidad.

Creatina quinasa (CK)

Es una enzima que se expresa abundantemente en células del miocardio, donde cataliza la transferencia reversible de fosfato de alta energía del ATP a la creatinina, produciendo fosfato de creatina. La CK se convirtió en un parámetro crucial para la identificación de daño al miocardio, sin embargo, esta enzima se encuentra en otros tejidos afectando fuertemente su especificidad como biomarcador, este problema se solucionó mediante el uso de la isoforma CK-MB, tiene una sensibilidad del 91% para diagnóstico de infarto agudo al miocardio durante las primeras 6 horas, alcanzando su pico a las 24 horas y regresando a sus niveles basales a las 48 a 72 horas. Tanto la CK como la CK-MB su elevación es reciproca a la severidad del daño, pero hay que tener en cuenta que ambas se expresan en otros sitios como musculo esquelético, diafragma, útero, entre otros por lo que su evaluación debe ser cuidadosa, ya que un infarto no es la única causa de su elevación. Por esa razón no se recomienda para diagnóstico de infarto, pero si tiene un papel importante en la estimación del tamaño del infarto.

Troponinas cardiacas

En el miocardio, la troponina se encuentra como un heterodímero formado por las subunidades troponina I (TnI), T (TnT) y C (TnC), el complejo de troponina interactúa con la tropomiosina como parte de los filamentos delgados del sarcómero cardiaco, la subunidad TnC también se expresa en musculo estriado pero la TnT y la TnI son específicas del corazón, aunque la subunidad I tiene mayor especificidad, incluso se ha observado que permite detectar lesiones pequeñas. Actualmente se consideran el estándar de oro en el diagnóstico del infarto agudo al miocardio, observándose un pico dentro de las 12 a 24 horas y permanecer elevada durante 1 a 3 semanas después del evento agudo.

En la siguiente tabla se muestra las condiciones además de un infarto que pueden elevar los biomarcadores.

El agua en el organismo constituye alrededor del 60% del peso de los hombres y el 55% en las mujeres, de ese porcentaje el 55% se ubica de forma intracelular y aproximadamente el 45% se encuentra de forma extracelular. Este último se puede encontrar en el líquido intersticial, el plasma y fluidos transcelular ubicados en cavidades. Los fluidos ubicados en cavidades corporales son diversos y tienen variaciones tanto físicas, químicas y celulares por lo que los parámetros estudiados en cada uno de ellos son distintos, estos fluidos son útiles para evaluar trastornos inflamatorios, infecciosos, malignos o hemorrágicos que comprometan las membranas o cavidades dónde se ubican. Existen distintos tipos, entre ellos:

• Líquido cefalorraquídeo
• Líquido de las membranas serosas (pericárdico, peritoneal y pleural)
• Líquido sinovial
• Semen
• Secreciones o contenido vaginal
• Secreciones bronquiales
• Líquido amniótico
• Incluso la orina y las heces se consideran fluidos.

GENERALIDADES DEL PROCESAMIENTO DE LOS LÍQUIDOS

Volumen

Los líquidos corporales fisiológicamente son reducidos en volumen, en el caso de los serosos bajo condiciones patológicas pueden elevar su volumen de mililitros a litros.

Color y apariencia

El color y la apariencia puede variar según la cavidad, el líquido cefalorraquídeo y sinovial normalmente son incoloros y transparentes, mientras que los líquidos de las serosas son ligeramente amarillentos y transparentes. Tanto el color como su apariencia varían por cuestiones patológicas y se abordaran en cada líquido.

Conteo celular

Habitualmente se hacen conteos de los leucocitos y en raras ocasiones de los eritrocitos (estos últimos carecen de significancia clínica en la mayoría de los líquidos), se realizan frecuentemente de forma manual en cámaras de Neubauer, no es aconsejable utilizar equipos automatizados ya que por la naturaleza de sus lisantes pueden afectar las células, salvo que el equipo tenga la opción de conteos en líquidos.

Dependiendo las características del líquido puede ser requeridas diluciones (tabla 1). Las cuales pueden ser realizadas con solución salina fisiológica, si se desea eliminar los eritrocitos para que no interfieran en el conteo se utiliza solución salina hipotónica o ácido acético al 3%, este último no se debe ocupar en líquido sinovial ya que la interacción con el ácido hialurónico forma un pseudocoagulo.

Tabla 1. Diluciones utilizadas en los líquidos corporales basadas en la apariencia.

*Usar diluyente para lisar eritrocitos

Dependiendo el tipo celular será los cuadrados que se deben contar, para los leucocitos se utilizan los cuatro cuadrados de las esquinas o los cuatro y el del centro (Figura 1). Para los eritrocitos se realiza el conteo en los cuatro cuadrantes medianos de las esquinas y el de en medio (cuadrados rojos).

Figura 1. Retícula de la cámara de Neubauer.

Tanto para el conteo de leucocitos y eritrocitos se puede tomar en cuenta la siguiente fórmula para determinar la cantidad de células por µL o mm³:

# células x FD x 10/A

Dónde # células es la cantidad de células contadas, FD es el factor de dilución y A el tamaño del área contada en mm². Los cuadrados grandes (A, C, E, G, I) miden cada uno 1 mm², mientras que los cuadrados medianos de la cuadricula del centro (rojos) miden 0.04 mm². Es importante tener en cuenta que la lectura debe ser doble y que los resultados de las lecturas no deben de sobrepasar el 20% de diferencia, si lo rebasan la cuenta se debe repetir.

Ejemplo 1: muestra de líquido cefalorraquídeo transparente, se leyó en cámara sin diluir y se contaron 10 leucocitos en los cuatro cuadrantes de las esquinas (A, C, G e I), ¿Cuántos leucocitos por µL serían?

• Número de células contadas= 10
• Factor de dilución= 1
• Área contada en mm²= si cada cuadrado mide 1 mm² x 4= 4 mm²

Número de leucocitos/µL= 10 x 1 x 10/4 = 25 leucocitos/µL

Ejemplo 2: muestra de líquido pleural turbia se realizó conteo usando una dilución 1:20 con solución salina fisiológica, el conteo de los cuatro cuadrantes grandes de las esquinas arrojo 25 leucocitos.

• Número de células contadas= 25
• Factor de dilución= 20
• Área contada en mm²= si cada cuadrado mide 1 mm² x 4= 4 mm²

Número de leucocitos/µL= 10 x 20 x 10/4 = 500 leucocitos/µL.

Citología de los líquidos biológicos

En este parámetro se evalúan tanto la cuenta diferencial de los leucocitos y la celularidad benigna o neoplásica, cabe señalar que es necesario realizar las preparaciones en portaobjetos lo más rápido posible para evitar la degradación de las células. Para este análisis es necesario realizar una preparación en portaobjetos, se debe evitar realizar un extendido en cuña (como las preparaciones de sangre) ya que la celularidad se puede perder al extenderse en una gran superficie y además la preservación de las células es baja. Existen distintas técnicas para la obtención de sedimento y se prefiere la citocentrifugación, filtración o en su defecto se puede realizar una centrifugación a bajas gravedades por un tiempo prolongado. En cuanto a la tinción habitualmente se utiliza la técnica de Wight, Wright-Giemsa o Papanicolaou.

Bibliografía consultada

Strasinger, S. K. and Schaub Di Lorenzo, M. (2014) Urinalysis and Body Fluids. 6th edn. United States of America: F. A. Davis Company.

Mundt, L. a. and Shanahan, K. (2011) Graff’s Textbook of Routine Urinalysis and Body Fluids. 2nd edn. China: Lippincott Williams and Wilkins.

La hemostasia está implicada en la defensa del organismo impidiendo la pérdida de sangre, alteración del flujo sanguíneo, reparación tisular y vascular. Para llevar a cabo todo esto es necesario una interacción coordinada de las proteínas sanguíneas, plaquetas, vasos sanguíneos y proteínas de la matriz extracelular. Por lo que la hemostasia es un proceso difícil de evaluar limitándose a la evaluación de las proteínas sanguíneas y plaquetas. Las pruebas utilizadas para analizar las proteínas plasmáticas que participan en la coagulación son ensayos funcionales que evalúan la tasa de formación de coágulos desde el momento en que se activa la cascada de coagulación, por lo tanto, estos ensayos se usan para identificar defectos en esas proteínas.

Tiempo de protrombina

La prueba es de un solo paso ya que se le adiciona tromboplastina y cloruro de calcio y se mide el tiempo en el que se forma el coagulo, su valor oscila entre 10 a 13 segundos, pero este tiempo varía dependiendo el tipo de tromboplastina y el método de detección de coágulos. Es un método global para evaluar defectos en los factores de la vía extrínseca (VII), común (X, V y II) y fibrinógeno. Esta prueba es útil para realizar el control de pacientes con terapia de anticoagulantes orales (Warfarina). El TP se alarga en las siguientes circunstancias:

• Deficiencias, disfunciones o inhibición de los factores VII, X, V, II y I.
• Fallo hepático.
• Coagulación intravascular diseminada.
• Productos de degradación de fibrinógeno elevados.
• Deficiencia o antagonistas de la vitamina K.
• Altas dosis de heparina.
• Niveles altos de anticoagulante lúpico.

Razón o cociente internacional normalizada (RIN o INR)

Existe variabilidad entre las tromboplastinas utilizadas por las casas comerciales, esto ocasiona que exista variabilidad en el TP, por esta razón la OMS desarrollo un estándar con u Índice Internacional de Sensibilidad (ISI) de 1.0 y las casas comerciales la usan de referencia, entre más cercano es a 1.0 es más sensible la tromboplastina, para corregir la variabilidad de los reactivos se desarrolló la Razón Internacional Normalizada (RIN o INR) para mejorar la estandarización de los informes de TP a nivel internacional. El INR representa la relación de TP que se obtendría si se hubiera utilizado la tromboplastina de referencia internacional para evaluar al paciente, el INR se calcula con la siguiente formula:

INR= (TP del paciente/TP del control normal)^ISI

Tiempo de Tromboplastina Parcial activa (TTPa)

Esta prueba evalúa el tiempo que tarda la sangre de un paciente en formar un coagulo, se desarrolló como una modificación al TP. Se utiliza para evaluar la actividad de la vía extrínseca de la cascada de la coagulación y de todos los factores excepto el factor VII (tisular) y el factor XIII (factor estabilizador de fibrina). Clínicamente esta prueba se usa para monitorizar la respuesta del paciente al que se le administra heparina no fraccionada y como parte de un panel de coagulación para ayudar a dilucidar las causas de los trastornos hemorrágicos o de la coagulación. Esta prueba se altera (tiempos alargados) en situaciones como:

• Deficiencias, disfunciones o inhibidores de precalicreína, cininógeno de alto peso molecular, factores XII, XI, IX, VIII, X, V, II y I.
• Coagulación intravascular diseminada.
• Productos de degradación de fibrinógeno elevados.
• Deficiencia o antagonistas de vitamina K (el TP es más sensible)
• Anticoagulante lúpico.

Tiempo de Trombina (TT)

Se utiliza para evaluar la conversión de fibrina en fibrinógeno, esta prueba mide el tiempo de formación de coágulos cuando se agrega trombina al plasma citratado y se mide en décimas de segundo. Esta prueba se utiliza para detectar hipofibrinogenemia, disfibrinogenemia (fibrinógeno anormal) y la presencia de inhibidores de trombina como ciertos fármacos y anticuerpos.

Bibliografía consultada

Yang R, Moosavi L. Prothrombin Time. [Updated 2021 May 10]. In: StatPearls [Internet]. Treasure Island (FL): StatPearls Publishing; 2021 Jan-. Available from: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK544269/

Rountree KM, Yaker Z, Lopez PP. Partial Thromboplastin Time. [Updated 2021 Aug 11]. In: StatPearls [Internet]. Treasure Island (FL): StatPearls Publishing; 2021 Jan-. Available from: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK507772/

Winter, W. E., Flax, S. D., & Harris, N. S. (2017). Coagulation Testing in the Core Laboratory. Laboratory medicine, 48(4), 295–313. https://doi.org/10.1093/labmed/lmx050

Introducción

La leucemia linfocítica crónica es una proliferación clonal de linfocitos B disfuncionales, también se conoce como linfoma de linfocitos pequeños pero el termino se restringe cuando las células se encuentran en ganglios linfáticos. Cuando las células neoplásicas se encuentran tanto en sangre como en ganglios linfáticos se denomina LLC/LLP. Esta leucemia se presenta en personas adultas, observándose casos desde los 30 años de edad y conforme aumenta la edad aumenta la incidencia, es poco frecuente en los niños.

Epidemiología

Es una neoplasia frecuente que comprende del 25 al 30% de las leucemias diagnosticadas en Estados Unidos y representan el 1.3% de todos los cánceres diagnosticados, se observa más en pacientes masculinos pero algunos estudios establecen que es más agresiva en mujeres. Esta enfermedad tiene mayor prevalencia en la región occidental, observándose pocos casos en la región oriental (China, India, etc.).

Factores de riesgo

Si bien no se sabe exactamente los mecanismos involucrados, se ha observado que existe mayor predisposición a padecer esta neoplasia en pacientes que tienen familiares que padecieron esta leucemia, aquellos que sufrieron infecciones por VHC, agricultores que trabajan en industrias de fabricación de caucho y trabajadores con exposición al benceno y solventes, fumadores y personas expuestas a radiación ionizante.

Presentación clínica

Usualmente el padecimiento puede cursar de forma asintomática pudiéndose revelar en estudios rutinarios con la presencia de linfocitosis con o sin anemia. Ocasionalmente el paciente puede presentar adenopatías y hepatoesplenomegalia. Una minoría de pacientes presenta fiebre recurrente, sudores nocturnos y perdida de peso.

Diagnostico

Según los criterios establecidos se requiere que mínimo haya 5 000/µl linfocitos que expresen CD5, CD23 y algún marcados B que puede ser CD20 o CD19. En extendidos de sangre periférica la morfología es característica, los linfocitos presenta la cromatina fragmentada similar a una pelota de futbol. En aspirados de médula ósea si se encuentran >30% de linfocitos respecto a las células nucleadas se confirma el diagnóstico de LLC.

Complicaciones

En estos pacientes comúnmente se desarrolla una anemia hemolítica autoinmune, en algunos otros pacientes se observa aplasia pura de serie roja y plaquetopenia. También se puede observar hipogammaglobulinemia, elevación de ácido úrico y enzimas hepáticas.

Bibliografía consultada

Mukkamalla SKR, Taneja A, Malipeddi D, et al. Chronic Lymphocytic Leukemia. [Updated 2021 Mar 7]. In: StatPearls [Internet]. Treasure Island (FL): StatPearls Publishing; 2021 Jan-. Available from: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK470433/.

Scarfò, L., Ferreri, A. J., & Ghia, P. (2016). Chronic lymphocytic leukaemia. Critical reviews in oncology/hematology, 104, 169–182. https://doi.org/10.1016/j.critrevonc.2016.06.003

Strati, P., Jain, N., & O’Brien, S. (2018). Chronic Lymphocytic Leukemia: Diagnosis and Treatment. Mayo Clinic proceedings, 93(5), 651–664. https://doi.org/10.1016/j.mayocp.2018.03.002

Las tinciones citoquímicas se basan en reacciones colorimétricas que ocurren dentro de las células, se usan para identificar sustratos como el glucógeno o para revelar actividad enzimática como en el caso de la mieloperoxidasa, estas tinciones son especialmente útiles en hematologías ya que ayudan en la diferenciación celular o en la búsqueda de sustratos en ciertas enfermedades. A continuación, se describe brevemente las tinciones más utilizadas en esta área.

Mieloperoxidasa

La mieloperoxidasa es una enzima que se encuentra en los gránulos primarios de los neutrófilos y eosinófilos, en poca cantidad se encuentra también en los monocitos y los linfocitos no presentan esta enzima, por lo que se emplea para diferenciar las leucemias mieloides de los linfoides. Además de esa función, también se puede emplear la tinción para diagnosticar la deficiencia de mieloperoxidasa en personas que presentan infecciones recurrentes.

Sudan negro B

En esta técnica se tiñen los esteroles, grasas neutras y fosfolípidos que se encuentran en los gránulos primarios y secundarios de los neutrófilos y en los gránulos de los monocitos, esta tinción también se emplea para diferenciar blastos de linaje mieloide del linfoide, aunque es una tinción menos sensible en blastos mieloides tempranos.

Esterasas

Esta técnica se emplea para diferenciar la estirpe granulocítica del monocítica, para esto se ocupan las esterasas dentro de las que se emplean es AS-D cloroacetato esterasa y la α-naftil acetato o el α -naftil butirato, estas últimas se le conocen como esterasas inespecíficas. La AS-D cloroacetato esterasa es positiva para la estirpe granulocítica, mientras que α-naftil acetato y el α -naftil butirato son positivas para la estirpe monocítica. Está tinción es especialmente útil para la leucemia mielomonocítica, la leucemia monoblástica y promonocítica.

Ácido peryódico de Schiff

Esta técnica se utiliza para revelar depósitos de glucógeno que se encuentran en diversas estirpes celulares y entre mayor maduración tengan más positivos son por ejemplos los neutrófilos, las plaquetas y la línea linfoide, los eritroblastos son negativos. Está tinción se emplea en las leucemias de precursores linfoides que muestran positividad y también en la mielosis eritrémica.

Fosfatasa ácida resistente a tartrato

La fosfatasa ácida presenta 5 isoenzimas, el ácido tartárico inhibe a estas enzimas excepto a la 5 que se encuentra en abundante cantidad en las células neoplásicas de la leucemia de células peludas, por lo que esta tinción es especialmente útil para esta neoplasia.

Bibliografía consultada

Rodak, B y Carr, J (2017) Clinical hematology atlas, Fifth edition. China: Elsevier

González Cruz, Enrique de Jesús (2019). MANUAL DE TINCIONES CITOQUÍMICAS ESPECIALES EN HEMATOLOGÍA. Centro estatal de cancerología, Veracruz.